PORTEFEUILLE

(Deutscher Text siehe unten)
Gene therapy holds the possibility to revolutionize the way otherwise incurable genetic diseases are treated. In principle, it allows for the DNA within a cell to be changed. With the dawn of new gene editing technologies such as CRISPR-Cas9 (clustered, regularly interspaced, short palindromic repeats (CRISPR)-associated protein 9), repairing mutations within human cells has become reality. Our ability to program this bacterial defense mechanism with human target sequences, has unlocked unprecedented possibilities for gene therapy and personalized medicine. This technology has the potential to cure thousands of diseases and is a key component in new anti-cancer immunotherapies such as CAR-T.

While deleting a gene to impair its function within a cell is fairly easy now, the reversion of a detrimental mutation back to its normal state is much more difficult. This requires exchange of one sequence by another, which is only entirely precise when mediated by a process called homologous recombination or homology directed repair (HDR). While CRISPR-Cas9 has made gene editing by homologous recombination easier, its efficiency remains poor. This is a major limitation that must be overcome if genome editing technologies are to be used in medical treatments or commercial applications in biotechnology. The majority of research that focuses on improving CRISPR-Cas9 has tried to modify the components of the bacterial Cas9 system. Our approach, however, addresses this problem from a completely different perspective. We have shown that one can increase repair by homologous recombination by making the cell’s genome more accessible to the editing machinery. Simply put, if reverting a mutation by gene editing is like breaking into a bank vault with a drill, then one way to speed up the process is to get a better drill. Instead, our method changes the composition of the vault from iron to wood. The underlying evidence for this project stems from our research in budding yeast, where we showed that making DNA more accessible enhances the rate of genome integrations. If true in mammalian cells, this research could become a fundamental aspect of genome editing, applicable not only to CRISPR-Cas9 but also to any gene editing technologies yet to come.

With the support of the Gebert Rüf Stiftung, we will expand our previous work from yeast to human cells by first showing that more accessible DNA increases the efficiency of CRISPR-Cas9 gene editing in somatic cells. Following this, we will test a number of small molecules for their ability to increase accessibility of DNA in the context of gene editing and enhance CRISPR-Cas9 editing efficiencies in human cells. Relying on our own research, our project partners and our support network of CRISPR-Cas9 experts, we will establish the data necessary to bridge from basic research to a tool that will enable the use of gene editing for biotech or medical applications.

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CRISPR-Cas9 (kurz für clustered, regularly interspaced, short palindromic repeats (CRISPR)-associated protein 9) ist eine bahnbrechende Entwicklung in der Molekularbiologie, welche das gezielte Schneiden und anschließende Umschreiben („Editieren“) einzelner DNA-Bausteine der Gene unseres Erbgutes ermöglicht. Schon jetzt entfacht diese Methode weitreichende Umwälzungen in den Bereichen der Gentherapie und personalisierten Medizin. Das CRISPR-Cas9 Verfahren eröffnet revolutionierende Möglichkeiten bei der gezielten Korrektur krankheitserregender Mutationen in menschlichen Zellen und lässt dabei auf Behandlung bislang unheilbarer, genetischer Erkrankungen hoffen.

Im Allgemeinen erweist sich das bloße Stilllegen eines Gens durch CRISPR-Cas9 schon seit Längerem als recht einfach. Ein weitgehend ungelöstes Problem tritt jedoch auf, wenn dieses molekularbiologische Werkzeug dazu genutzt werden soll, schädliche Mutationen in einer Zelle wieder in ihren Ausgangs- bzw. gesunden Zustand zurückzuführen. Hier müssen die fehlerhaften Bausteine des DNA-Stranges detailgetreu mit denen eines gesunden Stranges ausgetauscht werden. Die größte Hürde hierbei stellt ein zelleigener Reparaturprozess, die sogenannte „Homologe Rekombination“, dar: Nur durch diesen können die Bausteine ausgetauscht werden, wobei die Effizienz jedoch verschwindend gering ist und von Zelle zu Zelle variiert. Bislang erschwert diese Begebenheit eine kommerzielle Nutzung im medizinischen und biotechnischen Bereich. Während sich die Mehrheit aller aktuellen Forschungsvorhaben zur Effizienzsteigerung von CRISPR-Cas9 lediglich auf die einzelnen Bestandteile des Cas9 Systems beschränkt, betrachtet der von uns entwickelte Ansatz das Problem von einem gänzlich anderen Blickwinkel. Mittels eines molekularen Tricks werden wir das Erbgut lebender Zellen entfalten, es somit zugänglicher für die CRISPR-Cas9 Komponenten machen und damit die Effizienz der homologen Rekombination signifikant steigern. Setzt man das Editieren eines Gens dem Durchtrennen eines Metalldrahtes mit einer handelsüblichen Schere gleich, wird man erkennen, dass dieses Vorhaben zwar gelingen, jedoch stets ineffektiv bleiben wird. Genau dieser Problematik nimmt sich unser Forschungsvorhaben an und wandelt den Metalldraht zu Garn. Mit der Bäckerhefe als Modellorganismus konnten wir schon jetzt den Grundstein für dieses Vorhaben legen und zeigen, dass frei zugängliche, entfaltete DNA die Effektivität genomischer Integrationen erhöhen kann. Sollte sich diese Technik ebenso in menschlichen Zellen bewähren, stünde uns eine Methode mit hohem Potential zur Verfügung, welche nicht nur für CRISPR-Cas9, sondern für alle bisherigen und zukünftigen Genome-Editing-Verfahren anwendbar wäre.

Mithilfe der Gebert Rüf Stiftung werden wir dieser Fragestellung nachgehen und unsere vorausgegangenen Forschungsergebnisse von der Hefe auf menschliche Zellen übertragen. Einen Hauptaspekt widmen wir hierbei der Entwicklung pharmakologische Substanzen, welche dazu in der Lage sind, die Zugänglichkeit des Erbguts zu erhöhen und damit die Effizient von CRISR-Cas9 basiertem Genome-Editing zu verbessern. Unser Vorhaben zielt darauf, ab solide Daten zu generieren, welche es ermöglichen, eine Brücke zwischen der Grundlagenforschung bis hin zur Entwicklung einer neuen Methodik für biotechnische sowie medizinische Anwendungen zu schlagen.

Over the past five years, a multitude of CRISPR-Cas9 based genome editing companies have emerged and immense investments have been made into the fields of gene therapy and personalized medicine. Furthermore, there is an ever-increasing demand for both medical applications and research tools which implement sophisticated genome editing technologies like CRISPR-Cas9. Despite the fast progress, the hurdle encountered by all of these efforts, is the low efficiency of gene editing.

Our project addresses this clear need and specifically aims to increase the efficiency of gene editing for both research applications and medical treatments. We are developing small molecules which transiently make the cell’s genome more accessible for editing enzymes and the repair machinery. This allows for more effective gene editing and it benefits not only CRISPR-Cas9 but also any other potential gene editing technology. We plan to use these drugs as adjuvants in medical gene therapy or as add-ons to research kits.

We successfully transferred initial basic research findings from yeast to human cells. Our results show that destabilization of chromatin structure can indeed serve as a novel biomedical tool to improve CRISPR-Cas9 mediated gene editing. This opened the door to initiate the development of a first-in-kind, chromatin-based gene editing enhancer reagent with additional use to be explored for cell reprogramming in regenerative medicine. We are currently following up on lead substances.

Hauer, M.H., Seeber, A., Singh, V., Thierry, R., Sack, R., Amitai, A., Kryzhanovska, M., Eglinger, J., Holcman, D., Owen-Hughes, T. and Gasser, S.M. (2017). Histone degradation in response to DNA damage enhances chromatin dynamics and recombination rates. Nature Structural & Molecular Biology, doi: 10.1038/nsmb.3347;
Jinek, M., Chylinski, K., Fonfara, I., Hauer, M., Doudna, J.A., and Charpentier, E. (2012). A Programmable Dual-RNA-Guided DNA Endonuclease in Adaptive Bacterial Immunity. Science 337, 816-821.